Classificazione: Classificazione tassonomica in corso di revisione (cfr. Illustrated Guide to Protozoa, 2000. Allen Press)
Protista (eucarioti unicellulari)
Apicomplexa (cellule con cluster di organelli conosciuti come complesso apicale)
Coccidea (gamonti piccoli e intracellulari, formano piccole spore resistenti chiamate oocisti)
Eimeriida (gameti si sviluppano indipendentemente senza sizigia; conosciuti come parassiti coccidiani)
Famiglia: Eimeriidae
Questi protozoi sono conosciuti come i coccidi enterici; parassiti monoxeni (un solo ospite) nei tratti digestivi di erbivori o carnivori che causano malattie diarroiche (note come coccidiosi). I parassiti formano oocisti resistenti all’ambiente che subiscono la trasmissione fecale-orale tra gli ospiti. Ci sono tre fasi sequenziali nel ciclo di vita del parassita: moltiplicazione endogena tramite merogonia asessuata (variamente conosciuta come schizogonia) seguita dalla gamogonia sessuale (♂ i microgameti fertilizzano ♀ i macrogameti producendo oocisti) che vengono espulsi e subiscono la sporogonia asessuata (formando sporocisti contenenti sporozoiti infettivi). Molti generi sono riconosciuti sulla base della configurazione delle oocisti (il numero di sporocisti per oocisti e il numero di sporozoiti per sporocisti).
Eimeria spp.
Morfologia del parassita: I parassiti dei coccidi formano tre stadi di sviluppo: schizonti, gamonti e oocisti. Gli schizonti variano in dimensioni a seconda della specie del parassita, della posizione nell’ospite e dello stadio di maturità. Iniziano come piccole cellule tondeggianti basofile (meronti madre) situate intracellularmente all’interno delle cellule dell’ospite. I meronti formano numerose figlie merozoiti per divisione endogena del nucleo seguita da citochinesi. Gli schizonti maturi appaiono come grappoli legati alla membrana di piccoli corpi basofili (simili a grappoli d’uva). I singoli schizonti di solito hanno un diametro compreso tra 10 e 100 µm, ma alcune specie formano enormi megaloschizonti (fino a 1 mm di diametro). I gamonti mostrano una differenziazione sessuale, con i microgamonti (♂) evidenti come stadi basofili multinucleati che alla fine rilasciano piccoli microgameti biflagellati; e i macrogamonti (♀) evidenti come cellule eosinofile non nucleate con un singolo nucleo ovoidale. Le oocisti in via di sviluppo contengono numerosi corpi eosinofili che formano le pareti esterne delle oocisti. Le oocisti non sporulate contengono uno sporoblasto in via di sviluppo che alla fine subisce la sporulazione formando le sporocisti che contengono gli sporozoiti infettivi. Le oocisti di Eimeria presentano una caratteristica configurazione 1:4:2, cioè ogni oocisti contiene 4 sporocisti che contengono ciascuno 2 sporozoiti. Le oocisti sono generalmente di forma da ovoidale a ellissoide, variano da 10-40µm di lunghezza per 10-30µm di larghezza, e possono contenere strutture specializzate, come cappucci polari, micropili, corpi residuali e cristallini.
Ambito dell’ospite: Le infezioni sono state registrate in tutto il mondo nella maggior parte delle specie di vertebrati, inclusi mammiferi euteri e metateri, uccelli, rettili e pesci. La maggior parte delle specie di coccidi sono considerate altamente ospite-specifiche e parassitano solo singole specie di ospiti (oioxeni), sebbene alcune specie in uccelli e rettili possano parassitare ospiti strettamente correlati (stenoxeni) e alcune specie nei pesci possano parassitare ospiti non correlati (eurixeni). Molti ospiti ospitano anche specie multiple di coccidi che possono variare considerevolmente in morfologia, ciclo di sviluppo, sito di infezione e patogenicità. Dodici Eimeria spp. sono state descritte nei bovini, 11 specie nelle pecore, 9 nelle capre e 7 nei polli. In generale, le piccole specie a rapido sviluppo sono generalmente le più patogene.
Sito di infezione: La maggior parte delle specie si sviluppa endogenamente nella mucosa intestinale (piccolo e/o grande intestino) mentre alcune specie si sviluppano nel fegato, nella cistifellea o nei reni. Generalmente mostrano un rigido tropismo tissutale, infettando le cellule dell’ospite in luoghi particolari. I parassiti subiscono diversi cicli di schizogonia che culminano nella lisi delle cellule ospiti per rilasciare i merozoiti. Infine, si formano i gamonti che maturano per produrre micro- e macro-gameti che subiscono la fecondazione formando uno zigote non-motile (oocisti) che viene escreto con le feci dell’ospite.
Patogenesi: La maggior parte delle specie non sono patogeni significativi e causano poca o nessuna malattia. Alcune specie, tuttavia, sono altamente patogene e causano un’enterite catarrale o emorragica con grave erosione delle membrane mucosali attraverso la lisi delle cellule, con conseguente diarrea abbondante da acquosa a sanguinolenta. La malattia clinica di solito non si manifesta fino al danno cumulativo dei tessuti associato alla schizogonia di seconda o terza generazione. Gli animali moderatamente affetti possono mostrare segni progressivi come scarso aumento di peso o perdita di peso, debolezza e cachessia, mentre gli individui gravemente affetti possono morire subito dopo la comparsa della malattia. La patogenicità dipende da molti fattori, come la specie del parassita, la vitalità, l’infettività, la virulenza, il tropismo, l’età dell’ospite, lo stato nutrizionale, la competenza immunologica, così come le condizioni ambientali prevalenti (temperatura, umidità) e le pratiche di gestione. Gli animali giovani sono più suscettibili alla malattia clinica, anche se i sopravvissuti sviluppano una forte immunità protettiva specifica contro le infezioni e le malattie successive.
Modalità di trasmissione: Le oocisti escrete con le feci dell’ospite contaminano l’ambiente esterno, ma devono subire una sporulazione interna (formazione di sporozoiti) prima di diventare infettive. I nuovi ospiti sono infettati quando ingeriscono oocisti sporulate che contaminano il cibo o l’acqua (trasmissione fecale-orale). In seguito all’ingestione, le oocisti e le sporocisti esitano nell’intestino rilasciando gli sporozoiti contenuti che invadono le cellule dell’ospite per iniziare la merogonia. Gli stimoli dell’escissione includono condizioni fisico-chimiche post-gastriche appropriate, come livelli di ossigeno, pH, sali biliari, enzimi pancreatici, ecc.
Diagnosi differenziale: I segni clinici di solito coincidono con la pervietà del parassita (periodo di pervietà = periodo durante il quale vengono prodotte oocisti). Le infezioni sono di solito diagnosticate dall’esame coprologico delle feci dell’ospite per le oocisti coccidiali (concentrate usando varie tecniche di sedimentazione-flottazione). Le oocisti non colorate sono meglio osservate al microscopio ottico usando un’illuminazione trasmessa subottimale (condensatore avvolto verso il basso per introdurre la diffrazione), ottica a contrasto di fase o a interferenza. I campioni fecali freschi possono contenere solo oocisti non sporulate, quindi la diagnosi differenziale specifica può talvolta richiedere una conservazione a breve termine per facilitare la sporulazione (il bicromato di potassio al 2% è spesso usato per sopprimere la microflora durante la conservazione, ma non per le specie di pesci, e la refrigerazione può rallentare il processo se necessario per i campioni di campo). I ricercatori hanno recentemente utilizzato una serie di tecniche molecolari per caratterizzare la variazione genetica tra e all’interno delle specie di parassiti, ma poche tecniche sono adatte all’uso diagnostico di routine.
Trattamento e controllo: La progressione della malattia è di solito così rapida che qualsiasi trattamento terapeutico (curativo) può essere semplicemente troppo tardivo. Per questa ragione, la medicazione continua in cibo o in acqua è spesso usata per il trattamento profilattico (preventivo) in molte industrie animali intensive. È disponibile una vasta gamma di farmaci, compresi quelli con attività coccidio-statica (soppressiva reversibile) o coccidio-cida (letale irreversibile). I principali gruppi di farmaci includono sulfamidici (sulfanilamide, trimetoprim, etopabato), piridinoli (clopidolo, decochinato), nitrobenzamidi (zoalene), arsenicali organici (roxarsone), nitrofurani (furazolidone, amprolium), chinazolinoni (alofuginone), antibiotici ionofori polieteri (monensin, laslocid, salinomicina, narasin), triazine asimmetriche (diclazuril) e simmetriche (toltrazuril). Purtroppo, ci sono sempre più problemi di resistenza ai farmaci tra molte specie di coccidi, specialmente quella contro i farmaci sintetici che tende a persistere nelle popolazioni di parassiti. Molte industrie raccomandano la rotazione periodica tra diversi gruppi di farmaci e l’uso di combinazioni (cocktail) di farmaci per minimizzare l’insorgenza di resistenza. La maggior parte delle infezioni da coccidi stimolano lo sviluppo di forti risposte immunitarie protettive, anche se transitorie a meno che non siano premunitive (di breve durata a meno che i parassiti non persistano). C’è stato un notevole successo nel controllo attraverso l’immunoprofilassi usando ceppi attenuati o precoci di parassiti, in particolare nell’industria del pollame. I ricercatori stanno ora cercando di sviluppare vaccini subcellulari ricombinanti. I focolai possono generalmente essere controllati da pratiche di gestione basate sul miglioramento dell’igiene, la riduzione dell’affollamento, la rimozione della lettiera contaminata e l’isolamento degli individui infetti. La disinfezione chimica è solitamente impraticabile poiché le oocisti sono resistenti a molti disinfettanti convenzionali.
Specie di Eimeria |
Dimensione delle oocisti |
Host specie |
Sito di infezione |
Patogenicità |
E. acervulina |
18 x 14µm |
polli |
intestino piccolo anteriore |
alto |
E. brunetti |
26 x 22µm |
polli |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. maxima |
30 x 20µm |
polli |
intestino medio piccolo |
moderato |
E. mitis |
16 x 15µm |
polli |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. necatrix |
20 x 17µm |
polli |
intestino piccolo, cieco |
alto |
E. praecox |
21 x 17µm |
polli |
intestino piccolo |
basso |
E. tenella |
23 x 19µm |
polli |
caecum |
alto |
E. adenoidi |
25 x 16µm |
turchi |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. dispersa |
26 x 21µm |
turchi |
intestino piccolo anteriore |
moderato |
E. meleagridis |
24 x 18µm |
turchi |
caecum |
moderato |
E. meleagrimite |
19 x 16µm |
turchi |
intestino piccolo anteriore |
alto |
E. gallopavonis |
26 x 21µm |
turchi |
intestino piccolo e grande |
moderno |
E. innocua |
22 x 21µm |
turchi |
intestino piccolo |
basso |
E. subrotunda |
22 x 20µm |
turchi |
intestino piccolo |
basso |
E. alabamensis |
19 x 13µm |
cattle |
intestino piccolo e grande |
moderno |
E. auburnensis |
38 x 23µm |
cattle |
intestino piccolo |
basso |
E. bovis |
28 x 20µm |
cattle |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. brasiliensis |
37 x 27µm |
cattle |
non conosciuto |
low |
E. bukidnonensis |
49 x 35µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. canadensis |
32 x 23µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. cylindrica |
23 x 12µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. ellipsoidalis |
23 x 16µm |
cattle |
intestino piccolo |
basso |
E. pellita |
40 x 28µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. subspherica |
11 x 10µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. wyomingensis |
40 x 28µm |
cattle |
sconosciuto |
low |
E. zuernii |
18 x 16µm |
cattle |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. ahsata |
33 x 23µm |
pecora |
intestino piccolo |
basso |
E. bakuensis |
29 x 19µm |
pecora |
intestino piccolo |
basso |
E. crandallis |
22 x 19µm |
pecora |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. faurei |
32 x 23µm |
pecora |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. granulosa |
29 x 21µm |
pecora |
sconosciuta |
bassa |
E. intricata |
48 x 34µm |
pecora |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. marsica |
19 x 13µm |
pecora |
sconosciuta |
scarsa |
E. ovinoidalis |
24 x 20µm |
pecora |
intestino piccolo e grande |
moderato |
E. pallida |
14 x 10µm |
pecora |
sconosciuta |
bassa |
E. parva |
17 x 14µm |
pecora |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. weybridgensis |
24 x 17µm |
pecora |
intestino piccolo |
basso |
E. alijevi |
17 x 15µm |
capre |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. aspheronica |
31 x 23µm |
capre |
sconosciuto |
basso |
E. arloingi |
28 x 19µm |
capre |
intestino piccolo e grande |
alto |
E. caprina |
34 x 23µm |
capre |
intestino piccolo e grande |
moderato |
E. caprovina |
30 x 24µm |
capre |
sconosciuto |
basso |
E. christenseni |
38 x 25µm |
capre |
intestino piccolo |
alto |
E. hirci |
21 x 16µm |
capre |
sconosciuto |
moderato |
E. jolchijevi |
31 x 22µm |
capre |
sconosciuto |
basso |
E. ninakohlyakimovae |
21 x 15µm |
capre |
intestino piccolo e grande |
moderato |
E. debliecki |
18 x 14µm |
porci |
intestino piccolo |
moderato |
E. polita |
26 x 18µm |
suini |
intestino piccolo |
moderato |
E. scabra |
32 x 22µm |
maiali |
intestino piccolo e grande |
basso |
E. spinosa |
21 x 16µm |
suini |
intestino piccolo |
basso |
E. porci |
22 x 15µm |
maiali |
intestino piccolo |
basso |
E. neodebliecki |
21 x 16µm |
pig |
sconosciuto |
basso |
E. perminuta |
13 x 12µm |
porci |
sconosciuto |
basso |
E. suis |
18 x 14µm |
pig |
sconosciuto |
basso |
E. leuckarti |
55 x 38µm |
cavalli |
intestino |
moderato |
E. stiedae |
35 x 20µm |
conigli |
fegato |
alto |
E. flavescens |
30 x 20µm |
conigli |
intestino |
moderato |
E. intestinalis |
26 x 18µm |
conigli |
intestino |
moderato |
E. macropodis |
25 x 13µm |
canguri |
intestino |
basso |