Klassifikation: Taxonomische Einordnung wird überprüft (vgl. Illustrated Guide to Protozoa, 2000. Allen Press)
Protista (einzellige Eukaryoten)
Apicomplexa (Zellen mit einer Ansammlung von Organellen, die als apikaler Komplex bekannt sind)
Coccidea (Gamonten klein und intrazellulär, bilden kleine widerstandsfähige Sporen, die Oozysten genannt werden)
Eimeriida (Gameten entwickeln sich unabhängig voneinander ohne Syzygie; bekannt als Kokzidienparasiten)
Familie: Eimeriidae
Diese Protozoen sind als enterische Kokzidien bekannt; monoxenöse (Ein-Wirt) Parasiten im Verdauungstrakt von Pflanzen- oder Fleischfressern, die Durchfallerkrankungen (Kokzidiose) verursachen. Die Parasiten bilden umweltresistente Oozysten, die fäkal-oral zwischen den Wirten übertragen werden. Der Lebenszyklus des Parasiten umfasst drei aufeinander folgende Phasen: endogene Vermehrung durch asexuelle Merogonie (auch als Schizogonie bezeichnet), gefolgt von sexueller Gamogonie (♂ Mikrogametes befruchten ♀ Makrogametes und bilden Oozysten), die ausgeschieden werden und asexuelle Sporogonie (Bildung von Sporocysten, die infektiöse Sporozoiten enthalten) durchlaufen. Viele Gattungen werden auf der Grundlage der Oozystenkonfiguration (Anzahl der Sporozysten pro Oozyste und Anzahl der Sporozoiten pro Sporozyste) unterschieden.
Eimeria spp.
Parasitenmorphologie: Kokzidienparasiten bilden drei Entwicklungsstadien: Schizonten, Gamonten und Oozysten. Schizonten variieren in ihrer Größe je nach Parasitenart, Ort im Wirt und Reifestadium. Sie beginnen als kleine, basophile, runde Zellen (Muttermeronten), die sich intrazellulär in den Wirtszellen befinden. Die Meronten bilden zahlreiche Tochtermerozoiten durch endogene Teilung des Zellkerns, gefolgt von einer Zytokinese. Reife Schizonten erscheinen als membrangebundene Cluster aus kleinen basophilen Körpern (ähnlich wie Weintrauben). Einzelne Schizonten haben in der Regel einen Durchmesser von 10-100µm, einige Arten bilden jedoch riesige Megaloschizonten (bis zu 1mm Durchmesser). Die Gamonten weisen eine sexuelle Differenzierung auf, wobei Mikrogameten (♂) als mehrkernige basophile Stadien auftreten, die schließlich kleine biflagellierte Mikrogameten ausscheiden, und Makrogameten (♀) als kernlose eosinophile Zellen mit einem einzigen eiförmigen Kern. Die sich entwickelnden Oozysten enthalten zahlreiche eosinophile wandbildende Körper, aus denen sich die zähen äußeren Oozystenwände bilden. Unsporulierte Oozysten enthalten einen sich entwickelnden Sporoblasten, der schließlich eine Sporulation durchläuft und Sporozysten bildet, die die infektiösen Sporozoiten enthalten. Eimeria-Oozysten weisen eine charakteristische 1:4:2-Konfiguration auf, d. h. jede Oozyste enthält 4 Sporozysten mit jeweils 2 Sporozoiten. Die Oozysten sind im Allgemeinen eiförmig bis ellipsoid, haben eine Länge von 10-40µm und eine Breite von 10-30µm und können spezialisierte Strukturen wie Polkappen, Mikropyle, Residuen und kristalline Körper enthalten.
Wirtsbereich: Infektionen wurden weltweit bei den meisten Wirbeltierarten festgestellt, darunter eutherische und metatherische Säugetiere, Vögel, Reptilien und Fische. Die meisten Kokzidienarten gelten als hochgradig wirtsspezifisch und parasitieren nur auf einer einzigen Wirtsart (oioxenös), obwohl einige Arten bei Vögeln und Reptilien auf eng verwandten Wirten (stenoxenös) und einige wenige Arten bei Fischen auf nicht verwandten Wirten (euryxenös) parasitieren können. Viele Wirte beherbergen auch mehrere Kokzidienarten, die sich in Morphologie, Entwicklungszyklus, Infektionsort und Pathogenität erheblich unterscheiden können. Zwölf Eimeria spp. sind bei Rindern, 11 Arten bei Schafen, 9 bei Ziegen und 7 bei Hühnern beschrieben worden. Im Allgemeinen sind die kleinen, sich schnell entwickelnden Arten am pathogensten.
Infektionsort: Die meisten Arten entwickeln sich endogen in der Darmschleimhaut (Dünn- und/oder Dickdarm), während sich einige Arten in der Leber, der Gallenblase oder den Nieren entwickeln. Sie weisen im Allgemeinen einen starren Gewebetropismus auf und infizieren Wirtszellen an bestimmten Stellen. Die Parasiten durchlaufen mehrere Zyklen der Schizogonie, die in der Lyse der Wirtszellen gipfeln, um Merozoiten freizusetzen. Schließlich werden Gamonten gebildet, die zu Mikro- und Makrogameten heranreifen, die befruchtet werden und eine unbewegliche Zygote (Oozyste) bilden, die mit den Fäkalien des Wirts ausgeschieden wird.
Pathogenese: Die meisten Arten sind keine bedeutenden Krankheitserreger und verursachen nur wenige oder gar keine Krankheiten. Einige Arten sind jedoch hochgradig pathogen und verursachen eine katarrhalische oder hämorrhagische Enteritis, bei der die Schleimhaut durch Zelllyse stark erodiert, was zu üppigem wässrigem bis blutigem Durchfall führt. Die klinische Erkrankung tritt in der Regel erst bei kumulativen Gewebeschäden in Verbindung mit Schizogonie der zweiten oder dritten Generation auf. Mäßig befallene Tiere können fortschreitende Anzeichen wie geringe Gewichtszunahme oder Gewichtsverlust, Schwäche und Abmagerung zeigen, während schwer befallene Tiere bald nach Ausbruch der Krankheit sterben können. Die Pathogenität hängt von vielen Faktoren ab, z. B. von der Parasitenart, der Lebensfähigkeit, der Infektiosität, der Virulenz, dem Tropismus, dem Alter des Wirts, dem Ernährungszustand, der immunologischen Kompetenz sowie von den vorherrschenden Umweltbedingungen (Temperatur, Feuchtigkeit) und den Haltungsbedingungen. Junge Tiere sind am anfälligsten für eine klinische Erkrankung, obwohl Überlebende eine starke spezifische Schutzimmunität gegen nachfolgende Infektionen und Krankheiten entwickeln.
Übertragungsweg: Die mit den Fäkalien des Wirts ausgeschiedenen Oozysten kontaminieren die äußere Umgebung, müssen aber eine interne Sporulation (Sporozoitenbildung) durchlaufen, bevor sie infektiös werden. Neue Wirte werden infiziert, wenn sie sporulierte Oozysten aufnehmen, die Lebensmittel oder Wasser kontaminieren (fäkal-orale Übertragung). Nach der Aufnahme exzystieren die Oozysten und Sporozysten im Darm und setzen die darin enthaltenen Sporozoiten frei, die in die Wirtszellen eindringen und die Merogonie beginnen. Zu den Stimuli für die Exzystation gehören geeignete physikalisch-chemische Bedingungen nach dem Verschlucken, wie Sauerstoffgehalt, pH-Wert, Gallensalze, Pankreasenzyme usw.
Differenzialdiagnose: Die klinischen Anzeichen fallen in der Regel mit der Parasitenpatenschaft zusammen (Patentzeit = Zeitraum, in dem Oozysten produziert werden). Infektionen werden in der Regel durch die koprologische Untersuchung von Wirtsfäkalien auf Kokzidien-Oozysten (konzentriert durch verschiedene Sedimentations-Flotationsverfahren) diagnostiziert. Ungefärbte Oozysten lassen sich am besten durch Lichtmikroskopie mit suboptimaler Durchlichtbeleuchtung (Kondensor heruntergefahren, um Beugung zu erzeugen), Phasenkontrast- oder Interferenzkontrastoptik beobachten. Frische Kotproben können nur unbesiedelte Oozysten enthalten, so dass für eine spezifische Differenzialdiagnose mitunter eine kurzfristige Lagerung erforderlich ist, um die Sporulation zu erleichtern (2 % Kaliumdichromat wird häufig zur Unterdrückung der Mikroflora während der Lagerung verwendet, jedoch nicht bei Fischarten, und die Kühlung kann den Prozess verlangsamen, falls dies bei Feldproben erforderlich ist). Forscher haben in letzter Zeit eine Reihe von molekularen Techniken eingesetzt, um die genetische Variation zwischen und innerhalb von Parasitenarten zu charakterisieren, aber nur wenige Techniken sind für den routinemäßigen diagnostischen Einsatz geeignet.
Behandlung und Kontrolle: Das Fortschreiten der Krankheit ist in der Regel so schnell, dass jede therapeutische (heilende) Behandlung zu spät kommen kann. Aus diesem Grund werden in vielen Intensivtierhaltungen zur prophylaktischen (vorbeugenden) Behandlung kontinuierlich Medikamente über das Futter oder über das Wasser verabreicht. Es steht eine breite Palette von Medikamenten zur Verfügung, darunter solche mit kokzidostatischer (reversibel unterdrückender) oder kokzidiozider (irreversibel tödlicher) Wirkung. Zu den wichtigsten Wirkstoffgruppen gehören Sulfonamide (Sulfanilamid, Trimethoprim, Ethopabat), Pyridinole (Clopidol, Decoquinat), Nitrobenzamide (Zoalene), organische Arsenide (Roxarsone), Nitrofurane (Furazolidone, Amprolium), Chinazolinone (Halofuginon), ionophorische Polyether-Antibiotika (Monensin, Laslocid, Salinomycin, Narasin), asymmetrische (Diclazuril) und symmetrische (Toltrazuril) Triazine. Bedauerlicherweise treten bei vielen Kokzidienarten zunehmend Probleme mit der Resistenz gegen Arzneimittel auf, insbesondere gegen synthetische Arzneimittel, die in den Parasitenpopulationen persistieren. Viele Industriezweige empfehlen einen regelmäßigen Wechsel zwischen verschiedenen Arzneimittelgruppen und die Verwendung von Kombinationspräparaten (Cocktails), um das Auftreten von Resistenzen zu minimieren. Die meisten Kokzidieninfektionen regen die Entwicklung einer starken schützenden Immunreaktion an, die jedoch nur vorübergehend ist, sofern sie nicht präunitiv ist (kurzlebig, sofern die Parasiten nicht persistieren). Bei der Bekämpfung durch Immunprophylaxe mit abgeschwächten oder frühreifen Parasitenstämmen wurden beachtliche Erfolge erzielt, insbesondere in der Geflügelindustrie. Die Forscher versuchen derzeit, rekombinante subzelluläre Impfstoffe zu entwickeln. Ausbrüche lassen sich in der Regel durch Hygienemaßnahmen eindämmen, die auf der Verbesserung der Hygiene, der Verringerung des Gedränges, der Entfernung kontaminierter Einstreu und der Isolierung infizierter Tiere beruhen. Eine chemische Desinfektion ist in der Regel nicht praktikabel, da die Oozysten gegen viele herkömmliche Desinfektionsmittel resistent sind.
Eimeria-Arten |
Oozystengröße |
Wirt Art |
Infektionsort |
Pathogenität |
E. acervulina |
18 x 14µm |
Hühner |
Anteriorer Dünndarm |
hoch |
E. brunetti |
26 x 22µm |
Hühner |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. maxima |
30 x 20µm |
Hühner |
mittlerer Dünndarm |
moderat |
E. mitis |
16 x 15µm |
Hühner |
Klein- und Dickdarm |
gering |
E. necatrix |
20 x 17µm |
Hühner |
Dünndarm, Caecum |
hoch |
E. praecox |
21 x 17µm |
Hühner |
Dünndarm |
niedrig |
E. tenella |
23 x 19µm |
Hühner |
caecum |
hoch |
E. adenoides |
25 x 16µm |
Türken |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. dispersa |
26 x 21µm |
Türken |
Anteriorer Dünndarm |
moderat |
E. meleagridis |
24 x 18µm |
Türken |
caecum |
moderat |
E. meleagrimitis |
19 x 16µm |
Türken |
Anteriorer Dünndarm |
hoch |
E. gallopavonis |
26 x 21µm |
Türken |
Klein- und Dickdarm |
moderat |
E. innocua |
22 x 21µm |
Türken |
Dünndarm |
gering |
E. subrotunda |
22 x 20µm |
Türken |
Dünndarm |
niedrig |
E. alabamensis |
19 x 13µm |
Rind |
Klein- und Dickdarm |
moderat |
E. auburnensis |
38 x 23µm |
Rind |
Dünndarm |
gering |
E. bovis |
28 x 20µm |
Rind |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. brasiliensis |
37 x 27µm |
Rind |
unbekannt |
niedrig |
E. bukidnonensis |
49 x 35µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. canadensis |
32 x 23µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. cylindrica |
23 x 12µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. ellipsoidalis |
23 x 16µm |
Rind |
Dünndarm |
niedrig |
E. pellita |
40 x 28µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. subspherica |
11 x 10µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. wyomingensis |
40 x 28µm |
Rind |
unbekannt |
gering |
E. zuernii |
18 x 16µm |
Rind |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. ahsata |
33 x 23µm |
Schaf |
Dünndarm |
niedrig |
E. bakuensis |
29 x 19µm |
Schaf |
Dünndarm |
niedrig |
E. crandallis |
22 x 19µm |
Schaf |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. faurei |
32 x 23µm |
Schaf |
Klein- und Dickdarm |
niedrig |
E. granulosa |
29 x 21µm |
Schaf |
unbekannt |
gering |
E. intricata |
48 x 34µm |
Schaf |
Klein- und Dickdarm |
niedrig |
E. marsica |
19 x 13µm |
Schaf |
unbekannt |
gering |
E. ovinoidalis |
24 x 20µm |
Schaf |
Klein- und Dickdarm |
moderat |
E. pallida |
14 x 10µm |
Schaf |
unbekannt |
gering |
E. parva |
17 x 14µm |
Schaf |
Klein- und Dickdarm |
niedrig |
E. weybridgensis |
24 x 17µm |
Schaf |
Dünndarm |
niedrig |
E. alijevi |
17 x 15µm |
Ziegen |
Klein- und Dickdarm |
niedrig |
E. aspheronica |
31 x 23µm |
Ziegen |
unbekannt |
gering |
E. arloingi |
28 x 19µm |
Ziegen |
Klein- und Dickdarm |
hoch |
E. caprina |
34 x 23µm |
Ziegen |
Klein- und Dickdarm |
moderat |
E. caprovina |
30 x 24µm |
Ziegen |
unbekannt |
gering |
E. christenseni |
38 x 25µm |
Ziegen |
Dünndarm |
hoch |
E. hirci |
21 x 16µm |
Ziegen |
unbekannt |
mäßig |
E. jolchijevi |
31 x 22µm |
Ziegen |
unbekannt |
gering |
E. ninakohlyakimovae |
21 x 15µm |
Ziegen |
Klein- und Dickdarm |
moderat |
E. debliecki |
18 x 14µm |
Schweine |
Dünndarm |
moderat |
E. polita |
26 x 18µm |
Schweine |
Dünndarm |
mäßig |
E. scabra |
32 x 22µm |
Schweine |
Klein- und Dickdarm |
niedrig |
E. spinosa |
21 x 16µm |
Schweine |
Dünndarm |
nieder |
E. porci |
22 x 15µm |
Schweine |
Dünndarm |
niedrig |
E. neodebliecki |
21 x 16µm |
Schweine |
unbekannt |
gering |
E. perminuta |
13 x 12µm |
Schweine |
unbekannt |
gering |
E. suis |
18 x 14µm |
Schweine |
unbekannt |
gering |
E. leuckarti |
55 x 38µm |
Pferde |
Darm |
mäßig |
E. stiedae |
35 x 20µm |
Kaninchen |
Leber |
hoch |
E. flavescens |
30 x 20µm |
Kaninchen |
Darm |
moderat |
E. intestinalis |
26 x 18µm |
Kaninchen |
Darm |
mäßig |
E. macropodis |
25 x 13µm |
Kängurus |
Därme |
gering |